Лабораторная диагностика листериоза основывается, преимущественно, на бактериологических и серологических методах исследования.

Бактериологическое исследование состоит в микроскопии окрашенных по Граму мазков-отпечатков из пораженных органов и головного мозга, выделении культуры возбудителя посевом суспензии из внутренних органов и головного мозга на питательные среды и заражении лабораторных животных, идентификации выделенной культуры и дифференциации её от других микробов, изучении вирулентности культуры путём заражения лабораторных животных.
Бактериологическое исследование состоит в микроскопии окрашенных по Граму мазков-отпечатков из пораженных органов и головного мозга, выделении культуры возбудителя посевом суспензии из внутренних органов и головного мозга на питательные среды и заражении лабораторных животных, идентификации выделенной культуры и дифференциации её от других микробов, изучении вирулентности культуры путём заражения лабораторных животных.
Listeria monocytogenes – это маленькая палочковидная бактерия длиной 0,5 – 2 мкм и шириной 0,5 мкм. В зависимости от условий культивирования она способна принимать кокковидную или овоидвую форму, в культурах, выращенных при комнатной температуре, преобладали палочковидные формы, а в культурах, выращенных при температуре 37°С – кокковидные и овоиднне формы. В старых культурах также преобладали кокковидные формы листерий.
Это положительно окрашивающийся по Граму возбудитель, неспорообразующий, неустойчивый к кислотам. Большинство исследователей отмечали отсутствие видимой капсулы у листерий. Показательной особенностью листерий является четко выраженная подвижность клетки. Специфика проявления подвижности у листерий (дифференциальный признак от рожистых бактерий) связана с наличием жгутиков. При температуре 22°С листерии имели 1-8 жгутиков, при температуре 37°С основная масса клеток лишена их и лишь 1-15% имели 1-2 жгутика. Соответственно, все культуры изученных штаммов обладали активной подвижностью при температуре 22°С, при температуре 37°С она отсутствовала или была слабовыраженной.
Листерии растут на обычных питательных средах с довольно широким диапазоном рН (5,6-9,0). Наиболее благоприятными следует признать среды с рН 7,2-7,4, содержащие глицерин, глюкозу, сыворотку крови, а также печёночные среды. Лучшей питательной средой является мясопептонный печеночный агар и бульон с добавлением 0,5% глюкозы и 2% глицерина. На МПА в первые сутки роста наблюдаются мелкие, слизистые, круглые, прозрачные при проходящем или молочно-белые в падающем свете, выпуклые колонии.
На МПБ листерии вначале вызывают равномерное помутнение среды; при встряхивании пробирки заметны муаровые волны, более грубые, чем при росте рожистых бактерий. На 5-7 день бульон просветляется и на дне образуется слизистый осадок, который при встряхивании поднимается в виде косички. Пленки и пристеночного кольца не образуется.
При посеве уколом на МПЖ листерии дают медленный рост в виде узловатой нити или полоски с небольшими отростками. Разжижение желатины не наступает. Свежевыделенные культуры листерии продуцируют растворимый, фильтрующийся b-гемолизин, способный разрушать эритроциты человека, лошади, крупного рогатого скота, овец, кроликов.
Листерии, по мнению большинства исследователей, по биохимическо-ферментативным свойствам, принадлежат к малоактивным видам бактерий. Они не образуют индола, аммиака, не восстанавливают нитраты в нитриты, не свёртывают и не пептонизируют молоко, не гидролизуют мочевину. Постоянным признаком листерий, который в числе прочих может быть использован для целей дифференциации их от эризипелотриксов, является каталазная активность. Листерии способны ферментировать с образованием кислоты (без газа) глюкозу, рамнозу, салицин, левулезу, но не изменяют среду с дульцитом, маннитом, арабинозой, изулином, сорбитом.
Для биологической диагностики листериоза используют белых мышей, морских свинок, кроликов, степных пеструшек. Заражение целесообразно проводить интрацеребрально, внутривенно или подкожно, интракраниальный (внутричерепной) метод заражения применим для белых мышей. Введение 100 клеток листерий обеспечивает 100% гибель мышей в течение 3-10 дней. Наиболее удобным объектом для постановки биопробы на листериоз при подкожном введении оказалось степные пеструшки, чувствительность которых к возбудителю листериоза превышала чувствительность мышей в 100 тысяч раз.
Для дифференциации возбудителя листериоза от бактерий рожи свиней и определения вирулентности выделенных культур рекомендована конъюнктивальная проба, которая заключается в нанесении испытуемой культуры на конъюнктиву глаза морской свинки или кролика. Специфичным для листерий является развитие (через 2-3 дня) гнойного конъюнктивита, который переходит в кератит; нередко происходят генерализация инфекций и животное погибает. На ценность и высокую специфичность конъюнктивальной пробы указывают многие исследователи.

За отчетный период в отделе ВСЭ и диагностики проведено 1928   исследований. Проведено 735 исследований сыворотки крови методом ИФА.
Инфекционные заболевания весьма часто встречаются в ветеринарной практике. Для владельца животного важно вовремя обратить внимание на симптомы недомогания питомца. Для большинства инфекционных заболеваний эти симптомы неспецифичны: угнетение, отказ от корма, повышенная температура тела,  рвота, понос; при некоторых заболеваниях встречается хромота и опухание суставов; возможно изменение цвета мочи.
Для ветеринарного врача, к которому приводят заболевшее животное, важно составить список дифференциальных диагнозов и исключить (или подтвердить) их специальными методами диагностики. Однако стоит помнить, что выбор диагностического метода будет зависеть от вида возбудителя, его локализации и стадии заболевания. Методика, применимая для диагностики одной инфекции, совершенно неприемлема для диагностики другой.
При подозрении на инфекционную болезнь в хозяйстве основная задача врача-эпизоотолога — своевременно установить диагноз, используя комплексный метод диагностики. В диагностике инфекционных заболеваний широко используется метод ИФА.
ИФА или ELISA (отангл. enzyme-linkedimmunosorbentassay) — лабораторный иммунологический метод качественного определения и количественного измерения АГ.
ИФА также основан на учете реакции АГ—АТ, причем в качестве метки, позволяющей обнаружить иммунный комплекс, используют ферменты, например пероксидазу. В основе ИФА лежит принцип взаимодействия иммуносорбента (АГ возбудителя инфекции) с выявляемыми АТ соединения комплекса АГ—АТ с иммуноглобулинами, содержащими ферментную метку.
Иммуноглобулины, применяемые в таких тест-системах, так называемыйконъюгат, могут быть получены на основе антивидовых АТ (например, кроличьи АТ против иммуноглобулинов человека) или на основе АТ, направленных против человеческих иммуноглобулинов определенного класса (М, G, А).
В зависимости от того какие АТ использованы, тест-система будет выявлять в исследуемом образце или специфические АТ независимо от их класса, или АТ лишь определенного класса (например, только иммуноглобулин G или только иммуноглобулин М).
Существует несколько методов постановки реакции, однако в настоящее время используется в основном следующая схема.

Схема проведения ИФА (по Бургасовой и Безденежных,1969)

Схема проведения ИФА (по Бургасовой и Безденежных,1969): а — АТ против АГ сорбированы на стенках пробирки; 6 — добавление исследуемой сыворотки к искомым АГ, которые взаимодействуют с АТ и фиксируются на стенках пробирки; в — введение АТ к данному АГ, меченных ферментом (пероксидазой), которые также фиксируются на стенках пробирки; г—добавление перекиси водорода и хромогена, который под действием кислорода, выделяющегося при разложении Н202 пероксидазой, изменяет свой цвет на желтый.
Сначала на стенках полистироловых пробирок сорбируют АТ против определенного АГ. В эту же пробирку вносят исследуемую сыворотку (или другой биологический субстрат). Если там содержатся искомые АГ, то они взаимодействуют с АТ и вместе с ними фиксируются на стенках пробирки. После этого в пробирку вводят АТ к данному АГ, меченные ферментом, которые также присоединяются к образовавшемуся иммунному комплексу и остаются на стенках пробирки. Для обнаружения и количественной оценки этих комплексов в пробирку добавляют перекись водорода (Н202) и хромогены. Фиксированный к стенке пробирки фермент (пероксидазу) разлагает Н202 с выделением кислорода. Последний окисляет хромоген, который приобретает желтый цвет. Интенсивность окрашивания и соответственно количество искомого АГ оценивают спектрофотометрически или визуально.

За отчетный период в отдел бактериологии и паразитологии поступило 1425 проб материала, проведено 1464 исследования, получено 3 положительных случая.

За отчетный период в отдел поступило 64 пробы патологического материала на АЧС получен отрицательный результат.
Африканская чума свиней (АЧС) —– высококонтагиозное, остро протекающее вирусное заболевание. Болезнь характеризуется ознобом, лихорадкой, цианозом слизистых, кожных покровов, геморрагическими поражениями внутренних органов. Несмотря на то, что многие инфекционные болезни свиней относятся к группе зооантропозонозов, АЧС не представляет опасности для здоровья человека, но при этом контагиозная инфекция распространяется практически молниеносно и становится причиной гибели всего поголовья. Летальность при заражении свинок вирусом африканской чумы среди поросят, взрослых особей составляет 100%.
Возбудителем инфекционного заболевания является ДНК-содержащий вирус семейства Asfarviridae, рода Asfivirus. Вирус африканской чумы свиней проявляет устойчивость к высоким температурам, различным факторам внешней среды. Не поддается заморозке, высыханию, гниению.                                                                                        Основной особенностью данной инфекции является то, что болезнь может проявляться различной симптоматикой, в зависимости от того, каким типом вируса заражено животное.
Важно! Стоит отметить и то, что вирус АЧС практически невозможно полностью уничтожить в природе. К тому же, на сегодняшний день не разработана профилактическая вакцина от вируса африканской чумы. Нет эффективных лекарств, которые можно использовать в борьбе с данным недугом.
Вирус АЧС проникает в организм животных аэрогенным (воздушно-капельным), алиментарным путем, через поврежденные слизистые, кожные покровы, конъюнктиву. Заражение возможно через обсемененный возбудителями инвентарь, предметы обихода, которые были использованы в уходе за больными свинками,. некачественные комбикорма.
Источником распространения смертельно опасной инфекции являются инфицированные больные особи, животные во время инкубационного периода, переболевшие свиньи. Промежуточными разносчиками болезни можно назвать грызунов, диких птиц, кровососущих насекомых.

Интенсивность проявления клинической симптоматики зависит от типа вируса, количества вирионов в организме животных, общего физиологического состояния, реакции иммунной системы, тяжести течения инфекции. Продолжительность инкубационного периода составляет от двух 2 до семи 7 суток.

Признаки африканской чумы у свиней:
- резкое повышение температуры до 41,.5–-42 градусов;
- увеличение региональных лимфоузлов;
- снижение аппетита, отказ от комбикормов;
- парезы, паралич задних конечностей;
- нарушение пищеварительных процессов (запоры, диарея с примесями крови);
- анемичность, синюшность (цианоз) слизистых;
- затрудненное, поверхностное дыхание, одышка;
- подкожные отеки, кровоподтеки в подкожной клетчатке;
- резкий падеж животных;
- пневмония.
Больные животные выглядят апатичными, слабеют в буквальном смысле на глазах. Свинкам тяжело подниматься на ноги. Нарушена координация движений, даже после малейшей активности инфицированные животные быстро устают. При пальпации лимфоузлов отмечают сильную болезненность. Аппетит понижен или отсутствует совсем.
Характерный симптом, который проявляется у зараженных африканской чумой свинок, –— появление темно-фиолетовых с красным отливом пятен на внутренней поверхности бедра, животе, шее, конечностях, боках, спине, пятачке, у основания ушных раковин.
Диагноз также ставится на основании результатов патологоанатомических, серологических вирусологических исследований. У свинок берут пробы крови, от трупов —– фрагменты внутренних органов (селезенки, лимфоузлов). Биоматериал должен быть исследован в кратчайшие сроки в лабораториях.
Одел бактериологии и паразитологии проводит исследование на АЧС реакцией прямой иммунофлуоресценции (РПИФ).  Внутриклеточный антиген обнаруживают люминесцентной микроскопией препаратов мазков-отпечатков, окрашенных ФИТЦ-иммуноглобулинами (специфические антитела к вирусу африканской чумы свиней). Лучшими органами для РПИФ являются селезёнка и лимфоузлы.

За отчетный период в отделе ВСЭ и диагностики проведено 591 исследование.

В ходе исследований было выявлено 10 положительных случаев. В 4 пробах выявлены    бактерии группы кишечной палочки (колиформные бактерии).
Бактерии группы кишечной палочки (БГКП, колиморфными и колиформными бактериями)— условно выделяемая по морфологическим и культуральным признакам группа бактерий семейства энтеробактерий, используемая санитарной микробиологией в качестве маркера фекальной контаминации, относятся к группе так называемых санитарно-показательных микроорганизмов. К бактериям группы кишечных палочек относят представителей родов Escherichia (в том числе и Е. coli), Citrobacter (типичный представитель C. colicitrovorum), Enterobacter (типичный представитель E. aerogenes), которые объединены в одно семейство Enterobacteriaceae благодаря общности морфологических и культуральных свойств. Колиморфные бактерии различаются ферментативными свойствами и антигенной структурой.
Санитарно-показательное значение отдельных родов бактерий группы кишечных палочек неодинаково. Обнаружение бактерий рода Escherichia в пищевых продуктах, воде, почве, на оборудовании свидетельствует о свежем фекальном загрязнении, что имеет большое санитарное и эпидемиологическое значение.
Считают, что бактерии родов Citrobacter и Enterobacter являются показателями более давнего (несколько недель) фекального загрязнения и поэтому они имеют меньшее санитарно-показательное значение по сравнению с бактериями рода Escherichia.
БГКП условно-патогенная микроорганизмы (более 100 видов), которые обитают в кишечнике человека, животных и птиц
Большинство видов кишечной палочки безопасны. Однако некоторые типы кишечной палочки вырабатывают опасные токсины в процессе своей жизнедеятельности (преимущественно эндотоксины), которые могут привести к возникновению отравления.
В наибольшей степени восприимчивы к данному заболеванию дети раннего возраста, пожилые и ослабленные люди.  Данное заболевание протекает в виде различной тяжести энтеритов, энтероколитов в сочетании с синдромом общей интоксикации.

    

Мясокостная мука богата белком, поэтому полезна для свиней и домашней птицы.    Также продукт подходит для питания домашних животных: собак и кошек. Питательные вещества мясокостной муки легко усваиваются.

Добавление в корм мясокостной муки способствует:

- повышению питательных свойств корма;
- экономии корма;
- нормализации функции обмена веществ организма животных;
- активации роста;
- повышению иммунитета;
- повышению продуктивности домашней птицы.

Мясокостную муку используют для удобрения почвы. Продукт безопасен, экологичен и эффективен для роста культурных растений.

Использование мясокостной муки необходимо для:

- гармоничного развития и роста молодого домашнего скота;
- стабилизации и укрепления опорно-двигательной системы старых и слабых

животных;
-  в период реабилитации животного после родов или лактации.

Мясокостную муку стоит добавлять в пищу домашних животных постепенно. Рекомендуется смешивать муку с жидкой пищей, кашей или супами, для лучшей усвояемости продукта.

Количество применяемой муки зависит от веса животного, но количество не превышает 100 гр. в день.

Как выбрать мясокостную муку.

Мясокостная мука выглядит как порошок от светло-коричневого цвета до тёмно-коричневого. Запах продукта специфичен. Выбирая муку, обращают внимание на цвет, он должен быть коричневых оттенков. Желтоватый оттенок указывает на неудовлетворительное качество продукта. Желтизну муке придаёт использование куриного пера. При потреблении подобного продукта домашней птицей снижается продуктивность яйценоскости и возможно развитие каннибализма.

Качество мясокостной муки зависит от количества, содержащегося в ней жира. Продукт с меньшим содержанием жира считается лучшим.

При выборе мясокостной муки стоит обратить внимание:
- запах продукта специфичен, но не должен быть гнилым или затхлым;
- мука должна быть однородной, а не комковатой. Не содержит частицы более 12 мм.